В 2025 году журналу
ИСПОЛНИТСЯ
95 ЛЕТ!

ЧИТАЙТЕ
Материалы к юбилею >>>

РУБРИКИ

Творчество
наших читателей

ЧИТАЙТЕ
Автор С.И. КАЛИНИЧЕНКО
ГИМН СВИНЬЕ >>>

DOI: 10.37925/0039-713X-2025-6-33-36
УДК 636.033;636.4;577.121
БИОХИМИЧЕСКИЙ ПРОФИЛЬ ЖИДКОСТИ ИЗ ОВАРИАЛЬНЫХ СВИНЫХ ФОЛЛИКУЛОВ РАЗНОГО ДИАМЕТРА

А.О. ПРИТУЖАЛОВА, младший научный сотрудник, е-mail: aklevakina14@mail.ru, Т.И. КУЗЬМИНА, доктор биолог. наук, профессор, е-mail: prof.kouzmina@mail.ru, А.А. КУРОЧКИН, младший научный сотрудник, е-mail: kurochkin.anton.66@gmail.com, лаборатория биологии развития Всероссийского научно-исследовательского института генетики и разведения сельскохозяйственных животных – филиала ФГБНУ «Федеральный исследовательский центр животноводства – ВИЖ имени академика Л.К. Эрнста» (Санкт-Петербург, г. Пушкин)

В работе представлены результаты биохимического мониторинга липидного профиля (триглицериды (ТГ), липопротеинов высокой и низкой плотности (ЛПВП, ЛПНП), холестерин), общего белка, макроэлементов (кальций, фосфор) в жидкости фолликулов свиней в динамике их роста (диаметры (ø) – <3 мм, 3‒5 мм и >5 мм).

Обнаружено снижение концентрации ТГ по достижении фолликулами диаметра 3‒5 мм на 0,044 мМ/л (Р˂0,05). По мере роста фолликулов увеличивались значения ЛПВП: с <3 мм до 3‒5 мм ‒ на 0,145 мМ/л (Р˂0,05) и с 3‒5 мм до >5 мм – на 0,236 мМ/л (Р˂0,001), а концентрация ЛПНП снижалась на 0,066 мМ/л (Р˂0,05). Концентрация общего белка, глюкозы и кальция возрастала по мере увеличения ø фолликулов с <3 мм до 3‒5 мм на 2,181 г/л (P<0,05), 1,313 ммоль/л (P<0,05) и 0,279 ммоль/л (P<0,001) соответственно.

Содержание фосфора снижалось в фолликулах ø ˃5 мм на 0,699 ммоль/л (P<0,05). Выявленные особенности в содержании вышеобозначенных компонентов жидкости фолликулов разного диаметра могут быть использованы при моделировании состава сред для культивирования ооцитов в технологии экстракорпорального созревания донорских ооцитов свиней.

Ключевые слова: фолликулярная жидкость, липидный профиль, общий белок, макроэлементы, свиньи.

Biochemical profile of fluid from porcine ovarian follicles of different diameters

A.O. PRITUZHALOVA, junior researcher, е-mail: aklevakina14@mail.ru, T.I. KUZMINA, doctor of biological sciences, professor, e-mail: prof.kouzmina@mail.ru, A.A. KUROCHKIN, junior researcher, е-mail: kurochkin.anton.66@gmail.com, developmental biology laboratory, Russian Research Institute of Farm Animal Genetics and Breeding – Branch of the L.K. Ernst Federal Science Center for Animal Husbandry (St. Petersburg, Pushkin)

Result of the work, lipid profile (triglycerides (TG), low-density and low-density lipoproteins (LDL, HDL), cholesterol), total protein, macroelements (calcium, phosphorus) in follicular fluid, dynamics of growth and development ovarian follicles different diameters (<3 mm, 3‒5 mm and >5 mm) of pigs are determined.

A violation of TG health was revealed with a decrease in follicles with a diameter of 3‒5 mm (at 0.044 mmol/L; P<0.05). Also, the increase in HDL was noted, least according to follicle growth: from <3 mm to 3‒5 mm ‒ by 0.145 mmol/L (P<0.05) and from 3‒5 mm to >5 mm ‒ by 0,236 mmol/L (P<0.001), while the concentration of LDL was determined by the completion follicle growth (from <3 mm to >5 mm) by 0.066 mmol/L (P<0.05). Concentration total protein, glucose and gradually increased according to minimum increase in follicles from <3 to 3-5 mm by 2.181 g/L (P<0.05), 1.313 mmol/L (P<0.05) and 0.279 mmol/L (P<0.001), respectively.

At the same time, phosphorus value in relation to follicles with a diameter of ˃5 mm decreased by 0.699 mmol/L (P<0.05). The results studies show a change in concentration of follicular fluid components, changing depending on stage of follicle development, which can be used in future to detect composition of nutrient medium for in vitro cell culture and duration of oocytes in pigs.

Key words: follicular fluid, follicle, lipid profile, total protein, macronutrients, pigs.

Введение

Экстракорпоральное созревание ооцитов in vitro на сегодняшний день активно применяется в области вспомогательных репродуктивных технологий сельскохозяйственных животных. Тем не менее выход жизнеспособных эмбрионов до сих пор находится на низком уровне, особенно у свиней (в среднем 30‒40%) [1].

Приобретение ооцитом компетентности к оплодотворению опосредовано множеством факторов, в том числе функциональной активностью клеток гранулезы (К.Г.) и кумулюса, уровнем стероидных гормонов, составом фолликулярной жидкости (ФЖ) [2]. Фолликулярная жидкость образуется из периферической плазмы крови и путем транссудации проникает через стенку капилляров в полость фолликула [3]. Помимо экссудата сыворотки ФЖ содержит в себе локально продуцируемые вещества, являющиеся результатом метаболической активности фолликулярных клеток, соотношение и количество которых изменяется по мере роста антральных фолликулов [4].

В процессе фолликулогенеза липидные метаболиты принимают активное участие в клеточной сигнализации и метаболических процессах компонентов фолликулов, некоторые из которых также являются важными регуляторами мейоза и созревания ооцитов [5]. Так, холестерин незаменим в качестве субстрата для синтеза стероидных гормонов в фолликулах яичников млекопитающих. Во время стероидогенеза клетки гранулезы и кумулюса используют холестерин из различных источников (локальный синтез и поглощение из липопротеинов в ФЖ), а рецепторы различных классов липопротеинов экспрессируются циклически для эффективной выработки стероидных гормонов [6]. Еще одним источником холестерина в ФЖ выступают липопротеины высокой и низкой плотности, обеспечивающие поступление дополнительного субстрата для локальной выработки стероидных гормонов [7].

Триглицериды ‒ представители жирных кислот в фолликулярной жидкости [8]. Выступая формой хранения энергии, они формируют липидные капли и накапливаются в соматических и половых клетках фолликула, а также входят в структуру клеточных мембран. Молекулы триглицеридов, состоящие из трех молекул жирных кислот, прикрепленных к глицериновому остову, переносятся ЛПВП и ЛПНП [9].

Еще одним источником энергии для мейотического созревания ооцита является глюкоза. Неспособная проникать напрямую в женскую гамету, глюкоза преобразовывается через гликолитический путь в пируват и лактат в клетках кумулюса, отличающихся наличием транспортеров глюкозы, и таким образом обеспечивает ооцит необходимой энергией посредством взаимодействия через щелевые контакты [10].

Наличие ионов и макроэлементов в фолликулярной жидкости также опосредует необходимые условия для созревания ооцитов. Являясь одним из вторичных посредников, жизненно важных для клеточной сигнализации и гомеостаза в клетках, кальций и его ионы (Ca²⁺) имеют основополагающее значение для инициации мейоза и созревания ооцитов [11].

Фосфор ‒ важный компонент фосфолипидов в плазматических мембранах и мембранах органелл, входит в состав ДНК и РНК, а также присутствует в фосфорилированных промежуточных продуктах во многих внутриклеточных сигнальных путях. Кроме того, фосфор участвует в таких ферментативных процессах, как гликолиз, митохондриальное окислительное фосфорилирование, что приводит к клеточной продукции аденозинтрифосфата (АТФ) [12].

Цель исследования – мониторинг показателей липидного профиля (триглицериды, ЛПНП, ЛПВП, холестерин), общего белка и макроэлементов (кальций, фосфор) жидкости свиных овариальных фолликулов в динамике их роста и развития (диаметр фолликулов ‒ <3 мм, 3‒5 мм, >5 мм).

Материалы и методы

В эксперименте использовали фолликулярную жидкость свиней, отобранную из post mortem яичников половозрелых свинок породы ландрас (в возрасте шести месяцев) в фолликулярной фазе эстрального цикла, полученных после убоя на Тосненском мясокомбинате (Ленинградская обл.).

ФЖ аспирировали из здоровых фолликулов с высоким тургором, ранжированных в соответствии с диаметром <3 мм, 3‒5 мм и >5 мм. Аспирированную фолликулярную жидкость центрифугировали при 1200 об./мин., осадок отбирали в центрифужные пробирки с последующим хранением при -70°С. Образцы фолликулярной жидкости были проанализированы на автоматическом анализаторе VitaLine-200 с помощью биохимических наборов «Витал» («Витал Девелопмент Корпорэйшн») на состав метаболитов (холестерин, липопротеины высокой и низкой плотности, общий белок, глюкоза), а также на содержание ионов (кальций, фосфор).

Результаты обрабатывали с помощью программы SigmaStat. Все использованные в исследовании реагенты, за исключением обозначенных, ‒ производства фирмы Sigma-Aldrich. Пластиковая лабораторная посуда ‒ компании BD Falcon™.

Достоверность различия сравниваемых средних значений оценивали с применением критерия х² при трех уровнях значимости ‒ P<0,05, P<0,01, P<0,001 и с помощью критерия Пирсона.

Результаты исследования

Показатели липидного профиля фолликулярной жидкости из фолликулов разного диаметра представлены на рисунке.

Рис. Значения показателей липидного профиля в жидкости свиных овариальных фолликулов разного диаметра. Достоверность ^{a, b, g, h, j, l} (P=)0,05.

В результате биохимического анализа выявлено достоверное снижение концентрации ТГ по достижении фолликулами диаметра 3‒5 мм ‒ на 0,044 мМ/л (Р˂0,05) без значимых изменений по мере завершения роста фолликулов (ø >5 мм). ТГ, гидролиз которых дает молекулу глицерина и три молекулы жирных кислот, являются формой хранения липидов, следовательно, выступают альтернативным источником энергии для развития ооцитов и соматических клеток. Такой результат, вероятно, свидетельствует о накоплении липидов в клетках гранулезы с целью дальнейшей лютеинизации клеток гранулезы и активного стероидогенеза, в ооцитах для обеспечения энергией процессов завершения мейотического созревания, оплодотворения и развития доимплантационных эмбрионов [13]. Этот факт согласуется с результатами наших предыдущих исследований, где показано повышение содержания липидных капель, компонентом которых являются триглицериды, в клетках гранулезы в динамике роста фолликулов [14].

ЛПВП транспортируют холестерин в фолликулы яичников и являются основным источником субстрата холестерина для стероидогенеза в предовуляторный период [15, 16]. T. Chen еt al. показали: культивируемые КГ обладают большим количеством рецепторов к ЛПВП, чем к ЛПНП, что может указывать на их преимущество в качестве источника холестерина для стероидогенеза [17].

Результаты наших исследований выявили существенные изменения концентрации ЛПВП, выражающиеся в увеличении данного показателя по мере роста диаметра фолликулов: с <3 мм до 3‒5 мм ‒ на 0,145 мМ/л (Р˂0,05) и с 3‒5 мм до >5 мм – на 0,236 мМ/л (Р˂0,001). При этом значения ЛПНП продемонстрировали достоверное снижение концентрации лишь к завершению роста фолликулов (с <3 мм до >5 мм) ‒ на 0,066 мМ/л (Р˂0,05). Обнаружено серьезное изменение соотношения содержания ЛПВП к ЛПНП в динамике роста диаметра фолликулов: <3 мм – в 1,5 раза, 3‒5 мм – в два раза, >5 мм – в три раза (Р˂0,001).

Le Goff et al. (1994) предположили, что более крупные фракции ЛПВП плазмы исключаются порами базальной мембраны фолликула, тогда как более мелкие ЛПВП проникают в антральный отдел и метаболически трансформируются в фолликуле, усиливая обратный транспорт холестерина. Значительный рост ЛПВП в наших исследованиях, возможно, свидетельствует о преобразовании избытков холестерина из клеток с целью снижения риска липотоксичности [18]. Помимо этого, возможно, что в антральных фолликулах свиней в качестве источников энергии клетки фолликулов предпочитают триглицериды и частично ЛПНП.

Результаты анализа содержания глюкозы, белка, а также кальция и фосфора показаны в таблице.

Таблица. Содержание белка, глюкозы, кальция и фосфора в фолликулярной жидкости свиней

- P<0,05; ^{H:J, K:L} - P<0,001

Выявлен достоверный рост концентрации общего белка в фолликулах диаметром 3‒5 мм в сравнении с фолликулами диаметром <3 мм ‒ на 2,181 г/л (P<0,05). В исследовании V.M. Paes et al. определялся качественный состав белков в фолликулярной жидкости, полученной из фолликулов малого (<4 мм) и большого диаметра (6–12 мм) с помощью жидкостной хроматографии в сочетании с тандемной масс-спектрометрией.

Установлено, что 426 белков были общими для образцов жидкости фолликулов разного диаметра, в то время как 1588 и 1714 были специфичны для жидкости фолликулов диаметром <4 мм и 6–12 мм соответственно [19]. Аналогичное распределение белков обнаружено у человека [20], козы [21] и лошади [22]. В исследовании V.M. Paes et al. представлены профили протеома фолликулярной жидкости свиней в динамике фолликулогенеза. Функциональный анализ наборов данных протеома выявил кластеры и сети белков, которые составляют основную сигнатуру фолликулогенеза, а также специфические белки, которые регулируют созревание ооцитов в фолликулах разного диаметра.

В динамике роста и развития фолликула, особенно во время перехода от преантральной к антральной стадии, происходит активная пролиферация КГ, формирование антрума, и инициируется процесс мейотического созревания ооцита, что сопровождается высоким потреблением энергии [23]. Наши исследования выявили существенный рост концентрации глюкозы (на 1,313 ммоль/л; P<0,05) по достижении фолликулами диаметра 5 мм. Эти данные согласуются с результатами других исследователей [24, 25]. Вышесказанное свидетельствует о меньшем потреблении глюкозы КГ, пролиферативная активность которых замедляется по мере роста диаметра фолликулов (>5 мм).

Кальций фолликулярной жидкости принимает непосредственное участие в приобретении ооцитом компетентности к оплодотворению [26]. L. Meng et al. выявили подавление экструзии первого полярного тельца в ооцитах КРС при пониженных концентрациях кальция и дальнейшее развитие эмбриона после процедуры ЭКО [27].

Результаты наших исследований показали достоверный рост уровня кальция по достижении фолликулами 5 мм в диаметре: содержание кальция увеличилось на 0,279 ммоль/л в сравнении с фолликулами диаметром 3 мм (P<0,001). Последнее предполагает вовлечение кальция в механизмы межклеточной коммуникации [28], а также в инициацию процесса овуляции, являясь одним из факторов истончения стенки преовуляторного фолликула, что подтверждается повышением концентрации кальция по мере роста диаметра фолликулов в наших исследованиях [29].

Фосфор принимает участие в метаболических путях производства и хранения энергии в молекуле аденозинтрифосфата, а также в регуляции транскрипции генов, обеспечивает биполярность липидных мембран и циркулирующих липопротеинов [30, 31].

Результаты наших исследований демонстрируют снижение концентрации фосфора на 0,699 ммоль/л по достижении фолликулами диаметра ˃5 мм (P<0,05). Эти данные, возможно, свидетельствуют о замедлении метаболических процессов в клетках фолликулов, а также о снижении синтеза белков в фолликулах диаметром ˃5 мм, так как именно в них наблюдается самая низкая концентрация фосфора.

Заключение

Результаты наших исследований показывают изменения в содержании анализируемых компонентов фолликулярной жидкости в процессе роста диаметра созревающих антральных овариальных фолликулов. Их цифровые показатели могут быть использованы в протоколах моделирования состава культуральных сред, применяемых в технологии экстракорпорального созревания женских гамет Sus scrofa domesticus (L.) для получения нативных и реконструированных эмбрионов свиней.

Работа выполнена при поддержке Российского научного фонда, проект №22-16-00084

Литература

1. Chen P.R., Uh K., Redel B.K., Reese E.D., Prather R.S., Lee K. Production of pigs from porcine embryos generated in vitro. Frontiers in Animal Science, 2022. Vol. 3. Issue 826324. URL: DOI: 10.3389/fanim.2022.826324.
2. Knox R. Follicle development in pigs: State of the art. Molecular Reproduction and Development, 2023. №7. P. 480‒490. https://doi.org/10.1002/mrd.23576.
3. Pan Y., Pan C., Zhang C. Unraveling the complexity of follicular fluid: Insights into its composition, function, and clinical implications. J. Ovarian Res., 2024. №17. https://doi.org/10.1186/s13048-024-01551-9.
4. Paes V.M., Figueiredo J.R., Ryan P.L., Willard S.T., Feugang J.M. Comparative analysis of porcine follicular fluid proteomes of small and large ovarian folliles. Biology, 2020. №9. Vol. 5. Issue 101. URL: https://pmc.ncbi.nlm.nih.gov/articles/PMC7285177. DOI: 10.3390/biology9050101.
5. Liu T., Qu J., Tian M., Yang R., Song X., Li R., Yan J., Qiao J. Lipid metabolic process involved in oocyte maturation during folliculogenesis. Frontiers in Cell and Developmental Biology, 2022. Vol. 10. URL: https://www.frontiersin.org/journals/cell-and-developmental-biology/articles/10.3389/fcell.2022.806890/full. DOI: 10.3389/fcell.2022.806890.
6. Liu T., Qu J., Tian M., Yang R., Song X., Li R., Yan J., Qiao J. Lipid metabolic process involved in oocyte maturation during folliculogenesis. Frontiers in Cell and Developmental Biology, 2022. Vol. 10. Issue 806890. URL: https://www.frontiersin.org/journals/cell-and-developmental-biology/articles/10.3389/fcell.2022.806890/full. DOI: 10.3389/fcell.2022.806890.
7. Nagy R.A., van Montfoort A. P.A., Groen H., Homminga I., Andrei D., Mistry R.H., Anderson J.L.C., Hoek A., Tietge U.J.F. Anti-oxidative function of follicular fluid HDL and outcomes of modified natural cycle-IVF. Science Reports, 2019. Vol. 9. Art. 12817. URL: https://www.nature.com/articles/s41598-019-49091-3#citeas. https://doi.org/10.1038/s41598-019-49091-3.
8. Valckx S.D., Arias-Alvarez M., De Pauw I., Fievez V., Vlaeminck B., Fransen E., Bols P.E., Leroy J.L. Fatty acid composition of the follicular fluid of normal weight, overweight and obese women undergoing assisted reproductive treament: A descriptive cross-sectional study. Reproduction Biology and Endocrinology, 2014. Vol. 12. Art. 13. URL: https://rbej.biomedcentral.com/articles/10.1186/1477-7827-12-13#citeas. DOI: 10.1186/1477-7827-12-13.
9. Dunning K.R., Russell D.L., Robker R.L. Lipids and oocyte developmental competence: The role of fatty acids and β-oxidation. Reproduction, 2014. Vol. 148. P. 15‒27. https://doi.org/10.1530/REP-13-0251.
10. Xiong Y.Y., Zhu H.Y., Shi R.J., Wu Y.F., Fan Y., Jin L. Regulation of glucose metabolism: Effects on oocyte, preimplantation embryo, assisted reproductive technology and embryonic stem cell. Heliyon, 2024. Vol. 10(19). Issue 38551. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/39403464/. https://doi.org/10.1016/j.heliyon.2024.e38551.
11. Hadeel A.A., Fadhel A.A., Judi R.A. Correlation of metabolic and ionic components of follicular fluid with estrogen concentration. Journal of Biological Engineering and Agriculture, 2024. №3. Vol. 2. P. 44‒52. https://doi.org/10.51699/ijbea.v3i2.3456.
12. Kritmetapak K., Kumar R. Phosphate as a signaling molecule. Calcified Tissue International, 2021. №1. P. 16‒31. DOI: 10.1007/s00223-019-00636-8.
13. Plewes M.R., Talbott H.A., Saviola A.J., Woods N.T., Schott M.B., Davis J.S. Plewes M.R. Luteal lipid droplets: A novel platform for steroid synthesis. Endocrinology, 2023. Vol. 164. Issue 9. URL: https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/37586092. https://doi.org/10.1210/endocr/bqad124.
14. Кузьмина Т.И., Притужалова А.О., Ширяев Г.В., Старикова Д.А., Курочкин А.А., Баранова Е.И., Соколова Н.О. Анализ функциональной активности клеток гранулезы овариальных фолликулов свиней. Сибирский вестник сельскохозяйственной науки, 2023. Т. 53. №12. С. 68–81. https://doi.org/10.26898/0370-8799-2023-12-8.
15. Kim K., Bloom M.S., Browne R.W., Bell E.M., Yucel R.M., Fujimoto V.Y. Associations between follicular fluid high density lipoprotein particle components and embryo quality among in vitro fertilization patients. Journal of Assisted Reproduction and Genetics, 2016. Vol. 34(1). Р. 1–10. DOI: 10.1007/s10815-016-0826-x.
16. Chang X.L., Liu L., Wang N., Chen Z.-J., Zhang C. The function of high-density lipoprotein and low-density lipoprotein in the maintenance of mouse ovarian steroid balance. Biology of Reproduction, 2017. Vol. 97(6). Р. 862–872. DOI: 10.1093/biolre/iox134.
17. Chen T.T., Jr. Abel J.H. Receptor-mediated uptake of lipoproteins by cultured porcine granulosa cells. European Journal of Cell Biology, 1986. Vol. 39(2). Р. 410‒416.
18. Le Goff D. Follicular fluid lipoproteins in the mare: Evaluation of HDL transfer from plasma to follicular fluid. Biochimica et Biophysica Acta, 1994. Vol. 1210. Issue 2. URL: https://doi.org/10.1016/0005-2760(94)90125-2.
19. Paes V.M., de Figueiredo J.R., Ryan P.L., Willard S.T., Feugang J.M. Comparative analysis of porcine follicular fluid proteomes of small and large ovarian follicles. Biology, 2020. Vol. 9. Issue 5. URL: DOI: 10.3390/biology9050101.
20. O’callaghan D., Yaakub H., Hyttel P., Spicer L., Boland M. Effect of nutrition and superovulation on oocyte morphology, follicular fluid composition and systemic hormone concentrations in ewes. Journal of Reproduction and Fertility, 2000. Vol. 118. Р. 303–314.
21. Paula Junior A.R., van Tilburg M.F., Lobo M.D.P., Monteiro-Moreira A.C.O., Moreira R.A., Melo C.H.S., Souza-Fabjan J.M.G., Araújo A.A., Melo L.M., Teixeira D.I.A., Moura A.A., Freitas V.J.F. Proteomic analysis of follicular fluid from tropically-adapted goats. Animal Reproduction Science, 2018. Vol. 188. Р. 35–44. DOI: 10.1016/j.anireprosci.2017.11.005.
22. Dutra G.A., Ishak G.M., Pechanova O., Pechan T., Peterson D.G., Jacob J.C.F., Willard S.T., Ryan P.L., Gastal E.L., Feugang J.M. Seasonal variation in equine follicular fluid proteome. Reproductive Biology and Endocrinology: RB&E, 2019. Vol. 17. Issue 1. URL: https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/30841911. https://doi.org/10.1186/s12958-019-0473-z.
23. Harris S.E., Leese H.J., Gosden R.G., Picton H.M. Pyruvate and oxygen consumption throughout the growth and development of murine oocytes. Molecular Reproduction and Development, 2009. Vol. 76(3). Р. 231–238. DOI: 10.1002/mrd.20945.
24. Landau S., Braw-Tal R., Kaim M., Bor A., Bruckental I. Preovulatory follicular status affects the insulin and glucose content of the follicles in high yielding dairy cows. Animal Reproduction Science, 2000. Vol. 64(3‒4). Р. 181–197. https://doi.org/10.1016/s0378-4320(00)00212-8.
25. Leroy J.L., Vanholder T., Delanghe J.R., Opsomer G., Van Soom A., Bols P.E., de Kruif A. Metabolite and ionic composition of follicular fluid from differentsized follicles and their relationship to serum in dairy cows. Animal Reproduction Science, 2004. Vol. 80(3‒4). Р. 201–211. https://doi.org/10.1016/S0378-4320(03)00173-8.
26. Chen C., Huang Z., Dong S., Ding M., Li J., Wang M., Zeng X., Zhang X., Sun X. Calcium signaling in oocyte quality and functionality and its application. Frontiers in Endocrinology, 2024. Vol. 15. Issue 1411000. URL: DOI: 10.3389/fendo.2024.1411000.
27. Meng L., Hu H., Liu Z., Zhang L., Zhuan Q., Li X., Fu X., Zhu S., Hou Y. The Role of Ca²⁺ in maturation and reprogramming of bovine oocytes: A system study of low-calcium model. Frontiers in Cell and Developmental Biology, 2021. Vol. 9. Art. 746237. URL: DOI: 10.3389/fcell.2021.746237.
28. Peracchia C. Calcium effects on gap junction structure and cell coupling. Nature, 1978. Vol. 271. Р. 669‒671. DOI: 10.1038/271669a0.
29. Espey L.L. Current status of the hypothesis that mammalian ovulation is comparable to an inflammatory reaction. Biology of Reproduction, 994. Vol. 50(2). Р. 233–238. DOI: 10.1095/biolreprod50.2.233.
30. Calvo M.S., Lamberg-Allardt C.J. Phosphorus. Advances in Nutrition, 2015. Vol. 6(6). Р. 860–862. DOI: 10.3945/an.115.008516.
31. Большаков Д.С., Никешина Т.Б. Биохимические показатели сыворотки крови сельскохозяйственных животных. Ветеринария сегодня, 2015. №4. С. 49‒56.

Скачайте в формате .pdf >>>